ЗАСТОСУВАННЯ МЕТОДУ АПІКАЛЬНИХ МЕРИСТЕМ ДЛЯ РОЗМНОЖЕННЯ ВИНОГРАДУ IN VITRO
DOI:
https://doi.org/10.32782/2310-0478-2024-2-55-61Ключові слова:
ініціальні експланти, поживне середовище, приживлюваність, рівень регенерації, рослини-регенеранти, кількість пагонів, висота пагонівАнотація
Одним із способів отримання рослин винограду, вільних від вірусних, мікоплазмових хвороб та бактеріального раку є метод культури апікальних меристем. Ефективність цієї технології залежить від того, яка кількість ініціальних експлантів буде морфогенно активною, успішно приживатися на поживному середовищі та регенерувати у рослини. Метою роботи було визначити вплив поживних середовищ та розмірів апікальних меристем винограду in vitro на їх регенераційну здатність. У роботі використовували біотехнологічні, лабораторні та статистичні методи досліджень для визначення приживлюваності, рівня регенерації ініціальних експлантів, кількості утворених пагонів, висоти рослин-регенерантів. Дослідження проводили на мікроклонах винограду технічного сорту Каберне Совіньйон клон 15. На приживлюваність апікальних меристем винограду in vitro впливали їх розмір та склад поживного середовища. Найбільше життєздатних апікальних меристем було отримано з ініціальних експлантів розміром 0,5–0,7 мм (30,0–56,0%) та 0,8–1,0 мм (33,0–58,0%). Для їх культивування слід використовувати поживне середовище з підвищеним вмістом вітамінів і фітогормонів (МС 2). Порівняно з контролем (МС за прописом) на середовищі МС 2 збільшувалася кількість пагонів на 80,0%, висота пагонів – на 65,7% для ініціальних експлантів розміром 0,5–0,7 мм та на 53,8 і 55,0% для ініціальних експлантів розміром 0,8–1,0 мм. Результати статистичного аналізу довели достовірність отриманих результатів та дали змогу встановити вплив кожного чинника на отримання результативних показників. На показники приживлюваності апікальних меристем, кількість регенерованих пагонів, їх висоту найбільший вплив мав чинник А (склад поживного середовища) – 39,6–54,4%, на прояв рівня регенерації апікальних меристем – чинник Б (розмір апікальних меристем) – 38,5–52,9%.
Посилання
Андрієвський В. В., Врублевський А. Т., Мацкевич В. В., Мацкевич О. В. Проблеми мікроклонального розмноження фундука. Агробіологія. 2019. № 1. С. 74–84. doi: 10.33245/2310-9270-2019-146-1-74-84
Демчук І. В., Зарицький М. М. Проблеми оздоровлення картоплі методами біотехнології. Вісник Сумського національного аграрного університету. 2012. Випуск 2 (23). С. 179–194.
Києнко З. Б., Кімейчук І. В., Мацкевич В. В. Мікроклональне розмноження рослин роду Actinidia Lindl. Сортовивчення та сортознавство. 2022. 18 (3). С. 220–229. https://doi.org/10.21498/2518-1017.18.3.2022.269022
Клюваденко А. А., Мельничук М. Д. Особливості клонального мікророзмноження хмелю (HUMULUS LUPULUS L.) на безвірусній основі. Науковий вісник Ужгородського університету. Серія Біологія. 2007. Випуск 21. С. 218–224.
Мацкевич В. В., Філіпова Л. М., Мацкевич Ю. В. Розробка окремих елементів протоколу сталого росту та розмноження суниці садової (Fragaria ananassa Duch.) в асептичних умовах. Агробіологія. 2023, № 2. С. 172–186. https://agrobiologiya.btsau.edu.ua/uk/content/rozrobka-okremyh-elementivprotokolu-stalogo-rostu-ta-rozmnozhennya-sunycisadovoyi-fragaria
Олійник О. О. Клюваденко А. А. Мельничук М. Д. Покращення складу живильних середовищ для пришвидшення росту і розвитку троянди ефіроолійної в культурі in vitro. Науковий вісник НЛТУ України. 2016. Вип. 26.7. С. 134–139. https://www.researchgate.net/publication/319628082_OPTIMIZATION_OF_CULTURE_MEDIA_CONTENT_F O R _ A C C E L E R A T I O N _ O F _ G R O W T H _ A N D _CULTIVATION_OF_ROSA_DAMASCENA_MILL_IN_IN_VITRO_CULTURE
Подгаєцький А. А. Особливості мікроклонального розмноження видів рослин : монографія. Біла Церква : БНАУ, 2018. 209 с.
Сатарова Т. М., Абраімова О. Є., Вінніков А. І., Черенков А. В. Біотехнологія рослин : навч. посіб. Дніпропетровськ, 2016. С. 11–57.
Система сертифікованого виноградного розсадництва України : монографія / В. В. Власов та ін. Київ : Аграрна наука, 2015. 288 с.
Шпак В. А. Вплив методів діагностики в доборі зразків картоплі в технології оздоровлення in vitro. Екологобезпечні технології в рослинництві в умовах воєнного стану: матер. Всеукраїнської наук.- практ. конф. (Київ-Сквира, 10 серпня 2022 року). 2022. С. 166–168.
Anca Butiuc-Keul, Ana Coste Biotechnologies and Strategies for Grapevine Improvement. Horticulturae. 2023 (9). Р. 62. https://doi.org/10.3390/horticulturae9010062
Medzihradszky A., Gyula P., Sós-Hegedűs A. Szittya G. & Burgyán J. Transcriptome reprogramming in the shoot apical meristem of CymRSV-infected Nicotiana benthamiana plants associates with viral exclusion and the lack of recovery. Molecular Plant Patholog. 2019 (12). Р. 1748–1758. https://doi.org/10.1111/mpp.12875
Mostafa F. M. A., Shaaban M. M., Doaa S. Elazab and Kamel M. T. In vitro Propagation of Four Grape Cultivars. Assiut J. Agric. Sci.. 2015 (46) No. (4). Р. 65–76 http://www.aun.edu.eg/faculty_agriculture/arabic
Nadra Khan, Maqsood Ahmed, Ishfaq Hafiz, Nadeem Abbasi, Shaghef Ejas, Muhammad Anjum Optimizing the concentrations of plant growth regulators for in vitro shoot cultures, callus induction and shoot regeneration from calluses of grapes. J. Int. Sci. Vigne Vin, 2015 (49). Р. 37–45.
Sabbadini S., Capriotti L., Limera C., Navacchi O., Tempesta G., and Mezzetti B. A plant regeneration platform to apply new breeding techniques for improving disease resistance in grapevine rootstocks and cultivars : BIO Web of Conferences 12, 01019 (2019). 41st World Congress of Vine and Wine. https://doi.org/10.1051/bioconf/20191201019.
